Геномное картирование РНК‒ДНК гибридов Escherichia coli

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Нами впервые картированы РНК‒ДНК гибриды в геноме прокариот. Используя метод иммунопреципитации с антителами S9.6 (S9.6-DRIP) с последующим полногеномным секвенированием, мы нашли 219 уникальных пиков РНК‒ДНК гибридов в геноме Escherichia coli ТОР10. Данные пики относились к 219 разным генам и оказались распределены в основном в кодирующих областях генома (88.12%). Анализ отдельных генов, содержащих РНК‒ДНК гибриды, показал, что они кодируют ферменты, участвующие в важных энергетических и метаболических процессах прокариот, таких, например, как синтез липоевой кислоты.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

К. Ю. Олейникова

ФИЦ Биотехнологии РАН

Email: nzhigalova@gmail.com

Институт биоинженерии им. К.Г. Скрябина

Россия, 119071, Москва

А. С. Рузов

ФИЦ Биотехнологии РАН

Email: nzhigalova@gmail.com

Институт биоинженерии им. К.Г. Скрябина

Россия, 119071, Москва

Н. А. Жигалова

ФИЦ Биотехнологии РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: nzhigalova@gmail.com

Институт биоинженерии им. К.Г. Скрябина

Россия, 119071, Москва

Список литературы

  1. Abakir A., Giles T. C., Cristini A., Foster J. M., Dai N., Starczak M., Crutchley J., Flatt L., Young L., Gaffney D. J., Denning C., Dalhus B., Emes R. D., Gackowski D., Corrêa I. R. Jr., Garcia-Perez J.L., Klungland A., Gromak N., Ruzov A. N6-methyladenosine regulates the stability of RNA:DNA hybrids in human cells // Nat. Genet. 2020. V. 1. P. 48‒55. https://doi.org/10.1038/s41588-019-0549-x
  2. Boguslawski S. J., Smith D. E., Michalak M. A., Mickelson K. E., Yehle C. O., Patterson W. L., Carrico R. J. Characterization of monoclonal antibody to DNA.RNA and its application to immunodetection of hybrids // J. Immunol. Methods. 1986. V. 89. P. 123–130. https://doi.org/10.1016/0022-1759(86)90040-2
  3. Brochu J., Vlachos-Breton E.Â., Sutherland S., Martel M., Drolet M. Topoisomerases I and III inhibit R-loop formation to prevent unregulated replication in the chromosomal Ter region of Escherichia coli // PLoS Genet. 2018. V. 14. Art. e1007668. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1007668
  4. Drolet M., Phoenix P., Menzel R., Masse E., Liu L. F., Crouch R. J. Overexpression of RNase H partially complements the growth defect of an Escherichia coli ΔtopA mutant: R-loop formation is a major problem in the absence of DNA topoisomerase I // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 3526‒3530. https://doi.org/10.1073/pnas.92.8.3526
  5. Ewels P., Magnusson M., Lundin S., Käller M. MultiQC: summarize analysis results for multiple tools and samples in a single report // Bioinformatics. 2016. V. 32. P. 3047‒3048. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btw354
  6. Gan W., Guan Z., Liu J., Gui T., Shen K., Manley J. L., Li X. R-loop-mediated genomic instability is caused by impairment of replication fork progression // Genes Dev. 2011. V. 25. P. 2041–2056. https://doi.org/10.1101/gad.17010011
  7. Garcia-Muse T., Aguilera A. R loops: from physiological to pathological roles // Cell. 2019. V. 179. P. 604–618. https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.08.055
  8. Ginno P. A., Lott P. L., Christensen H. C., Korf I., Chédin F. R-loop formation is a distinctive characteristic of unmethylated human CpG island promoters // Mol. Cell. 2012. V. 45. P. 814–825. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2012.01.017
  9. Holt I. J. R-loops and mitochondrial DNA metabolism // Methods Mol. Biol. 2022. V. 2022:2528. P. 173‒202. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-2477-7_12
  10. Huertas P., Aguilera A. Cotranscriptionally formed DNA:RNA hybrids mediate transcription elongation impairment and transcription-associated recombination // Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 711‒721. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2003.08.010
  11. Jenuth J. P. The NCBI. Publicly available tools and resources on the web // Bioinformatics methods and protocols. Methods in Molecular Biology™ / Eds. Misener S., Krawetz S. A. V. 132. Totowa, NJ: Humana Press, 1999. P. 301‒312. https://doi.org/10.1385/1-59259-192-2:301
  12. Jordan S. W., Cronan J. E., Jr. The Escherichia coli lipB gene encodes lipoyl (octanoyl)-acyl carrier protein: protein transferase // J. Bacteriol. 2003. V. 185. P. 1582–1589. https://doi.org/10.1128/JB.185.5.1582-1589.2003
  13. Kim S., Kim Y., Yoon S. Y. Overexpression of YbeD in Escherichia coli enhances thermotolerance // J. Microbiol. Biotechnol. 2019. V. 29. P. 401‒409. https://doi.org/10.4014/jmb.1901.01036
  14. Kozlov G., Elias D., Semesi A., Yee A., Cygler M., Gehring K. Structural similarity of YbeD protein from Escherichia coli to allosteric regulatory domains // J. Bacteriol. 2004. V. 186. P. 8083–8088. https://doi.org/10.1128/jb.186.23.8083-8088.2004
  15. Leela J. K., Raghunathan N., Gowrishankar J. Topoisomerase I essentiality, DnaA-independent chromosomal replication, and transcription-replication conflict in Escherichia coli // J. Bacteriol. 2021. V. 203. Art. e0019521. https://doi.org/10.1128/jb.00195-21
  16. Li H., Handsaker B., Wysoker A., Fennell T., Ruan J., Homer N., Marth G., Abecasis G., Durbin R. The Sequence Alignment/Map format and SAMtools // Bioinformatics. 2009. V. 25 P. 2078‒2079. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp352
  17. Li R., Liu B., Yuan X., Chen Z. A bibliometric analysis of research on R-loop: landscapes, highlights and trending topics // DNA Repair (Amst). 2023. V. 127. Art. 103502. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2023.103502
  18. Raghunathan N., Kapshikar R. M., Leela J. K., Mallikarjun J., Bouloc P., Gowrishankar J. Genome-wide relationship between R-loop formation and antisense transcription in Escherichia coli // Nucleic Acids Res. 2018. V. 46. P. 3400–3411. https://doi.org/10.1093/nar/gky118
  19. Ramírez F., Dündar F., Diehl S., Grüning B.A., Manke T. deepTools: a flexible platform for exploring deep-sequencing data // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42 (W1). P. W187‒W191. https://doi.org/10.1093/nar/gku365
  20. Renaudin X., Venkitaraman A. R. A mitochondrial response to oxidative stress mediated by unscheduled RNA‒DNA hybrids (R-loops) // Mol. Cell. Oncol. 2021. V. 8. Art. 2007028. https://doi.org/10.1080/23723556.2021.2007028
  21. Sanz L. A., Hartono S. R., Lim Y. W., Steyaert S., Rajpurkar A., Ginno P. A., Xu X., Chédin F. Prevalent, dynamic, and conserved R-loop structures associate with specific epigenomic signatures in mammals // Mol. Cell. 2016. V. 63. P. 167‒178. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.05.032
  22. Skourti-Stathaki K., Proudfoot N. J., Gromak N. Human senataxin resolves RNA/DNA hybrids formed at transcriptional pause sites to promote Xrn2-dependent termination // Mol Cell. 2011. V. 42. P. 794‒805. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2011.04.026
  23. Thomas M., White R. L., Davis R. W. Hybridization of RNA to double-stranded DNA: formation of R-loops // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. P. 2294‒2298. https://doi.org/10.1073/pnas.73.7.2294
  24. Tripathi D., Oldenburg D. J., Bendich A. J. Ribonucleotide and R-loop damage in plastid DNA and mitochondrial DNA during maize development // Plants (Basel). 2023. V. 12. Art. 3161. https://doi.org/10.3390/plants12173161
  25. Xu W., Xu H., Li K., Fan Y., Liu Y., Yang X., Sun Q. The R-loop is a common chromatin feature of the Arabidopsis genome // Nature Plants. 2017. V. 3. P. 704‒714. https://doi.org/10.1038/s41477-017-0004-x
  26. Yu G., Wang L. G., He Q. Y. ChIPseeker: an R/Bioconductor package for ChIP peak annotation, comparison and visualization // Bioinformatics. 2015. V. 31. P. 2382‒2383. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btv145
  27. Zeller P., Padeken J., van Schendel R., Kalck V., Tijsterman M., Gasser S. M. Histone H3K9 methylation is dispensable for Caenorhabditis elegans development but suppresses RNA:DNA hybrid-associated repeat instability // Nature Genet. 2016. V. 48. P. 1385‒1395. https://doi.org/10.1038/ng.3672
  28. Zhang Y., Liu T., Meyer C. A., Eeckhoute J., Johnson D. S., Bernstein B. E., Liu X. S. Model-based analysis of ChIP-Seq (MACS) // Genome Biol. 2008. V. 9. Art. R137. P. 1‒9. https://doi.org/10.1186/gb-2008-9-9-r137

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рисунок. а – Диаграмма, демонстрирующая распределение консенсусных пиков для образцов S9.6 по геномным компонентам; б – график профилей, отображающий насыщенность прочтений (ридов) DRIP-seq по регионам генома, содержащим гены. В данном случае гены определялись как области генома, включающие 300 нуклеотидов (промоторная область) до старта начала транскрипции (TSS), тело гена и 300 нуклеотидов после сигнала терминации транскрипции (TTS), (е.н. – единицы насыщенности); в – представлено распределение плотностей прочтения DRIP для репрезентативного участка бактериального генома с координатами: 660000‒665000, которые хорошо отображают сигналы для всех образцов эксперимента.

Скачать (228KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025