Стратегии акклимации черноморской диатомовой водоросли Ditylum brightwellii к высокой интенсивности света

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В клетках культуры крупной диатомовой водоросли Ditylum brightwellii (T. West) Grunow, акклимированной к слабому свету (17 мкмоль фотонов/(м2 × с)), многочисленные хлоропласты были равномерно распределены по всей цитоплазме. Через 10 мин нахождения водорослей при экстремально высокой освещенности (1100 мкмоль фотонов/(м2 × с)) наблюдали постепенное формирование их агрегатов в центре клетки, которое продолжалось до конца 2-часового периода экспозиции. В процессе кратковременной фотоакклимации к интенсивностям света 510–935 мкмоль фотонов/(м2 × с) агрегирование хлоропластов отмечено в течение 20–60 мин, далее выявлено их обратное движение и равномерное распределение в цитоплазме через 120 мин. В условиях более длительного пребывания культуры при интенсивности света 1100 мкмоль фотонов/(м2 × с) водоросли сохраняли свою жизнеспособность только в течение 6 ч. Долговременная фотоакклимация данного вида, завершившаяся к концу 2-х суток, выявлена при ослаблении света в ~2 раза. Она выражалась в увеличении объема клеток и отношения С/Хл а, усилении агрегирования хлоропластов в центре клетки и снижении целого ряда флуоресцентных параметров, отражающих эффективность работы фотосистемы II и жизнеспособность культуры.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Л. В. Стельмах

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: lustelm@mail.ru
Россия, Севастополь

О. С. Алатарцева

Федеральный исследовательский центр “Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук

Email: lustelm@mail.ru
Россия, Севастополь

Список литературы

  1. Бергер В.Я., Митяев М.В., Сухотин А.А. 2016. Опыт использования метода мокрого сжигания для определения концентрации взвешенных органических веществ в морской воде // Океанология. Т. 56. № 2. С. 328. https://doi.org/10.7868/S0030157416020015
  2. Брянцева Ю.В., Лях А.М., Сергеева А.В. 2005. Расчет объемов и площадей поверхности одноклеточных водорослей Черного моря. Севастополь. (Препринт НАН Украины, Институт биологии южных морей).
  3. Кубряков А.А., Белокопытов В.Н., Зацепин А.Г. и др. 2019. Изменчивость толщины перемешанного слоя в Черном море и ее связь с динамикой вод и атмосферным воздействием // Морск. гидрофиз. журн. Т. 35. № 5. С. 449. https://doi.org/10.22449/0233-7584-2019-5-4
  4. Маторин Д.Н., Тодоренко Д.А., Воронов Д.А. и др. 2022.Особенности распределения и состояния фитопланктона на разных глубинах в озере Кисло-Сладкое Белого моря // Вестн. Москов. ун-та. Сер. 16. Биология. Т. 77. № 3. C. 180.
  5. Стельмах Л.В., Бабич И.И., Тугрул С. и др. 2009. Скорость роста фитопланктона и его выедание зоопланктоном в западной части Черного моря в осенний период // Океанология. Т. 49. № 1. С. 90.
  6. Стельмах Л.В., Мансурова И.М. 2017. Унимодальная зависимость скорости роста от объема клеток в культурах черноморских видов микроводорослей // Вопр. современ. альгологии. № 1(13). http://algology.ru/1101
  7. Стельмах Л.В. 2022. Особенности структурных и функциональных характеристик диатомовой водоросли Pseudosolenia alcar-avis // Биология внутр. вод. № 3. С. 300. https://doi.org/10.31857/S0320965222030184
  8. Стельмах Л.В. 2023. Влияние абиотических факторов на структурные и функциональные характеристики диатомовой водоросли Сerataulina pelagicа (Сleve) Hendey // Биология внутр. вод. № 2. С.174. https://doi.org/10.31857/S0320965223020237
  9. Финенко З.З., Крупаткина Д.К. 1993. Первичная продукция в Черном море в зимне-весенний период // Океанология. Т. 32. № 1. С. 97.
  10. Шоман Н.Ю. 2015. Динамика внутриклеточного содержания углерода, азота и хлорофилла a в условиях накопительного роста диатомовой водоросли Phaeodactylum tricornutum (Bohlin, 1897) при разной интенсивности света // Биология моря. Т. 41. № 5. С. 324. http://elibrary.ru/item.asp?id=24862972
  11. Akimov A.I., Solomonova E.S. 2019. Characteristics of growth and fluorescence of certain types of algae during acclimation to different temperatures under culture conditions // Oceanology. V. 59. Iss. 3. P. 316. https://doi.org/10.1134/S0001437019030019
  12. Bouman H.A., Platt T., Doblin et al. 2018. Photosynthesis–irradiance parameters of marine phytoplankton: synthesis of a global data set // Earth Syst. Sci. Data. V. 10. P. 251.
  13. Brunet C., Johnsen G.., Lavaud J., Roy S. 2011. Pigments and photoacclimation processes // Phytoplankton Pigments. Cambridge: Cambridge Univ. Press. https://doi.org/:10.1017/CBO9780511732263.017
  14. Chen S.T., Li C.W. 1991. Relationships between the movements of chloroplasts and cytoskeletons in diatoms // Bot. Mar. V. 34. P. 505. https://doi.org/10.1515/botm.1991.34.6.505
  15. Finkel Z.V. 2001. Light absorption and size scaling of light-limited metabolism in marine diatoms // Limnol., Oceanogr. V. 46. P. 86.
  16. Fujiki T., Taguchi S. 2002. Variability in chlorophyll a specific absorption coefficient in marine phytoplankton as a function of cell size and irradiance // J. Plankton Res. V. 24. № 9. P. 859.
  17. Furukawa T., Watanabe M., Shihira-Ishikawa I. 1998. Greenand bluelight-mediated chloroplast migration in the centric diatom Pleurosira laevis // Protoplasma. V. 203. P. 214. https://doi.org/10.1007/BF01279479
  18. Goessling J.W., Cartaxana P., Kühl M. 2016. Photo-protection in the centric diatom Coscinodiscus granii is not controlled by chloroplast high-light avoidance movement // Front. Mar. Sci. V. 2. P. 115. https://doi.org/10.3389/fmars.2015.00115
  19. Guillard R.R.L., Ryther J.H. 1962. Studies of marine planktonic diatoms. I. Cyclotella nana Hustedt and Detonula confervacea Cleve // Can. J. Microbiol. V. 8. P. 229.
  20. Kiefer D.A. 1973. Chlorophyll a fluorescence in marine centric diatoms: responses of chloroplasts to light and nutrient stress // Mar. Biol. V. 23. P. 39.
  21. Kvíderová J., Lukavský J. 2003. The cultivation of Phaeodactylum tricornutum in crossed gradients of temperature and light // Algol. Stud. V. 110(1). P. 67. https://doi.org/10.1127/1864-1318/2003/0110-0067
  22. Larkum A.W., Vesk M. 2003. Algal plastids: Their fine structure and properties // Photosynthesis in Algae. Dordrecht: Kluwer Acad. Publ. P. 11. https://doi.org/10.1007/978-94-007-1038-2_2
  23. MacIntyre H.L., Kana T.M., Anning J., Geider R. 2002. Photoacclimation of photosynthesis irradiance response curves and photosynthetic pigments in microalgae and cyanobacteria // J. Phycol. V. 38. P. 17.
  24. Mann D.G. 1999. The species concept in diatoms // Phycologia. V. 38. Iss. 6. P. 437. https://doi.org/10.2216/i0031-8884-38-6-437.1
  25. Mikaelyan A.S., Kubryakov A.A., Silkin V.A. et al. 2018. Regional climate and patterns of phytoplankton annual succession in the open waters of the Black Sea // Deep Sea Res. Pt. I. V. 142. P. 44. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2018.08.00
  26. Moncheva S., Gotsis-Skretas O., Pagou K. et al. 2001. Phytoplankton blooms in Black Sea and Mediterranean coastal ecosystems subjected to anthropogenic eutrophication: similarities and differences // Estuarine, Coastal and Shelf Sci. V. 53. P. 281. https://doi.org/10.1006/ecss.2001.0767
  27. Oguz T., Gilbert D. 2007. Abrupt transitions of the top-down controlled Black Sea pelagic ecosystem during 1960–2000: Evidence for regime-shifts under strong fishery exploitation and nutrient enrichment modulated by climate-induced variations // Deep Sea Res. Pt. I. V. 54. P. 220. http://dx.doi.org/10.1016/j.dsr.2006.09.010
  28. Protocols for the Joint Global Ocean Flux Study (JGOFS) Core Measurements. JGOFS Report Nr. 19, vi + 170 pp. Reprint of the IOC Manuals and Guides No. 29. UNESCO. 1994. https://hdl.handle.net/11329/220
  29. Raven J.A. 2011. The cost of photoinhibition // Physiol. Plant. V. 142. P. 87. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2011.01465.x
  30. Raven J.A., Geider R.J. 2003. Adaptation, acclimation and regulation in algal photosynthesis // Photosynthesis of Algae. Dordrecht: Kluwer Acad. Publ. P. 385.
  31. Silkin V., Fedorov A., Flynn K.J. et al. 2021. Protoplasmic streaming of chloroplasts enables rapid photoacclimation in large diatoms // J. Plankton Res. V. 43. Iss. 6. P. 831. https://doi.org/10.1093/plankt/fbab071
  32. Smetacek V. 1999. Diatoms and the ocean carbon cycle // Protist. V. 150. Iss. 1. P. 25. https://doi.org/10.1016/S1434-4610(99)70006-4
  33. Stelmakh L., Kovrigina N., Gorbunova T. 2023. Phytoplankton seasonal dynamics under conditions of climate change and anthropogenic pollution in the western coastal waters of the Black Sea (Sevastopol Region) // J. Mar. Sci. Eng. V. 11. P. 569. https://doi.org/ 10.3390/jmse11030569
  34. Stelmakh L., Georgieva E. 2014. Microzooplankton: the trophic role and involvement in the phytoplankton loss and bloom-formation in the Black Sea // Turkish J. Fish and Aquat. Sci. V. 14. P. 955. www.trjfas.org ISSN 1303-2712. https://doi.org/10.4194/1303-2712-v14_4_15
  35. Torres M.A., Ritchie R.J., McC-Lilley R. et al. 2014. Measurement of photosynthesis and photosynthetic efficiency in two diatoms. New Zea // J. Bot. V. 52. P. 6. https://doi.org/10.1080/0028825X.2013.831917
  36. Treguer P.J., De La Rocha C.L. 2013. The world ocean silica cycle // Ann. Rev. Mar. Sci. V. 5. P. 477. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-121211-172346
  37. Yunev O.A., Carstensen J., Stelmakh L.V. et al. 2021. Reconsideration of the phytoplankton seasonality in the open Black Sea // Limnol., Oceanogr. Letters. V. 6. P. 51. https://doi.org/10.1002/lol2.10178
  38. Yunev O., Carstensen J., Stelmakh L. et al. 2022. Temporal changes of phytoplankton biomass in the western Black Sea shelf waters: Evaluation by satellite data (1998–2018) // Estuarine, Coastal and Shelf Science. P. 271. Article no. 107865. https://doi.org/10.1016/j.ecss.2022.107865
  39. Wilhelm C., Jungandreas A., Jakob T. et al. 2014. Light acclimation in diatoms: from phenomenology to mechanisms // Mar. Genomics. V. 16. P. 5. https://doi.org/10.1016/j.margen.2013.12.003

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Зависимость концентрации органического углерода (C) в культуре Ditylum brightwellii от оптической плотности суспензии ее клеток (ОD750) на длине волны 750 нм.

Скачать (53KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Клетки Ditylum brightwellii в световом микроскопе: а – распределение хлоропластов в клетках культуры, акклимированной к низкой интенсивности света (17 мкмоль фотонов/м2 × с)), б – начало агрегирования хлоропластов при 1100 мкмоль фотонов/(м2 × с) через 10 мин экспозиции, в – максимальное агрегирование хлоропластов при интенсивности света 935 мкмоль фотонов/м2 × с через 40 мин экспозиции, г – обратное движение хлоропластов через 50 мин экспозиции при 935 мкмоль фотонов/(м2 × с).

Скачать (238KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Временная изменчивость степени агрегирования хлоропластов в клетках Ditylum brightwellii при различных интенсивностях света: а – 1100 мкмоль фотонов/(м2·с) (1) и 935 мкмоль фотонов/(м2 × с) (2); б – 765 мкмоль фотонов/(м2 × с) (1) и 510 мкмоль фотонов/(м2 × с) (2). Значения на графиках – среднее арифметическое ± стандартное отклонение.

Скачать (97KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Временная динамика структурных и функциональных параметров Ditylum brightwellii при интенсивностях света 1100 мкмоль фотонов/(м2 × с) (1) и 510 мкмоль фотонов/(м2 × с) (2): а – органический углерод, б – С/Хл а, в – Fv/Fm, г – ETRs, д – α, е – объем агрегатов хлоропластов (Vхл.). Значения на графиках – среднее арифметическое ± стандартное отклонение.

Скачать (269KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Временная изменчивость объема клеток V (а), площади их поверхности S (б) и удельной поверхности S/V (в) в культуре Ditylum brightwellii при интенсивностях света 1100 мкмоль фотонов/(м2 × с) (1) и 510 мкмоль фотонов/(м2 × с) (2). Значения на графиках – среднее арифметическое ± стандартное отклонение.

Скачать (116KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024